Introduction

Les contraintes réglementaires, la diminution du nombre de matières actives disponibles et la prise de conscience d’une meilleure préservation de l’environnement mène aujourd’hui les intendants à utiliser plus de solutions alternatives dans la gestion des terrains de sports. Parmi-elles figurent les produits à base de microorganismes pour limiter les applications de fongicides.

Les Bacillus représentent en ce sens une famille de microorganismes à fort potentiel pour lutter contre les maladies fongiques en général et celles du gazon en particulier. L’utilisation de ces solutions à base d’organismes vivants est cependant complexe et les résultats plus aléatoires qu’avec des fongicides de synthèse. Ainsi, une meilleure compréhension du mode d’action et des caractéristiques de ces microorganismes est indispensable. La clinique du gazon propose donc cet article synthétisant un grand nombre d’informations et d’études scientifiques fiables à propos des Bacillus pour leur utilisation sur terrains de sports. 

Les premières souches bactériennes utilisées pour le biocontrôle des champignons pathogènes des plantes étaient principalement formulées à base de Pseudomonas1,2 dans les années 90. La difficulté à obtenir des formulations stables avec les bactéries gram négatives comme les Pseudomonas3 a probablement orienté les recherches vers les bactéries gram positives comme les Bacillus, capables de former des endospores et par conséquent des formulations plus stables dans le temps et plus faciles à industrialiser1,2. Les premières souches de Bacillus largement commercialisées furent les souches GB03 de Bacillus subtilis (Kodiak® en traitement des semencespour la protection des cultures puis Companion® plus tard en application foliaire sur le gazon) avec une efficacité sur Fusariums et Rhizoctonias4,5. Une autre souche à succès des années 90 fut la souche UW85 de Bacillus Cereus sur certains pathogènes (dont Pythiums et Phytophtoras) sur Alfalfa (Medicago sativa L.)6 et soja7.

Désormais, parmi les souches bactériennes antagonistes disponibles, de nombreuses appartiennent au genre Bacillus. Les espèces du genre ont l’unique habileté de se multiplier rapidement, de résister à des conditions environnementales difficiles et d’exercer un large spectre de biocontrôle8

En moyenne, 4 à 5% du génome des Bacillus subtilis sont dédiés à la synthèse de métabolites secondaires9. Par exemple, 8% du génome de la souche de Bacillus amyloliquefaciens FZB42 sont impliqués dans la production de métabolites secondaires incluant des bactériocines, des peptides antimicrobiennes, des lipopeptides, polyketides et sidérophores10,11. Cette propriété des Bacillus explique pourquoi le genre est si intéressant en biocontrôle.

Règne Embranchement Classe Ordre Famille
Bacteria Firmicutes Bacilli Bacillales Bacillaceae

Métabolisme Caractéristiques Effet des paramètres physico-chimiques du sol Antagonisme Coopération Abondance relative (%)
Aérobies strictes ou anaérobies facultatives avec un métabolisme respiratoire fermentatif Ubiquistes grâce à la dissémination par spores, réduction des nitrates, du fer ou du manganèse Les firmicutes sont stimulées dans des sols acides sableux et à forte teneur en matières organiques facilement dégradables sous couvert de prairies ou de cultures Bacterioidetes, Gammaproteobacteria Tenericutes 5.4
Effet des paramètres physico-chimiques du sol sur les firmicutes
Effet des paramètres physico-chimiques du sol sur les firmicutes. La couleur “rouge” indique un effet défavorable de l’augmentation du paramètre sur les populations. La couleur “verte” indique un effet bénéfique de l’augmentation du paramètre sur les populations. (Source : atlas français des bactéries du sol). Licence : éditions biotope, tous droits réservés.

Mode d’action

Compétition spatiale et nutritionnelle

Un des modes d’action des Bacillus réside dans leur compétitivité spatiale et nutritionnelle dans la rhizosphère.

Des organismes sont en compétition lorsqu’un élément indispensable à leur développement est présent dans le milieu en quantité insuffisante. L’organisme le plus apte à utiliser rapidement l’élément limitant, ou à le rendre inaccessible aux autres, l’emportera sur ses concurrents12. Chez les microorganismes, la compétition concerne bien davantage les éléments nutritifs que l’espace vital. On peut considérer qu’il y a bien compétition pour l’espace lorsque des parasites ou des symbiotes sont en concurrence pour des sites de pénétration à la surface d’un organe végétal12.

Ce phénomène peut être considéré comme universel : en situation de pénurie, il s’exerce aussi bien entre espèces différentes d’une même communauté qu’entre individus d’une même population. Elle est d’autant plus intense que les organismes ont des exigences plus semblables. En d’autres termes, la compétition a lieu essentiellement à l’intérieur d’une même niche écologique. La niche écologique correspond à la fonction exercée par l’espèce au sein du peuplement et ne doit pas être confondue avec l’habitat. En effet, de nombreuses espèces peuvent partager le même habitat (par exemple les micropores du sol) et avoir des niches écologiques très différentes12.

La compétition nutritionnelle, spécialement pour le carbone, est commune dans les sols. Elle est considérée comme responsable d’un phénomène bien connu : la fongistase ou mycostase d’abord introduit par Dobbs et Hinson dans le journal Nature en 195313 puis revu et synthétisé par Lockwood en 197714. Ce phénomène a été mis en évidence par de nombreuses observations faites sur les champignons dans des sols naturels. La germination de leurs propagules et leur croissance sont plus limitées que prévu, compte tenu des conditions de température, de pH et de teneur en eau apparemment favorables. Ce phénomène s’explique d’une part par la présence de substances inhibitrices produites par les nombreuses espèces présentes dans le sol et d’autre part par le phénomène de compétition nutritionnelle12. Ce dernier explique majoritairement l’effet fongistatique des sols. Deux types de spores fongiques doivent être considérés dans la fongistase : les spores de faible volume, qui ayant peu de réserves ne germent pas dans l’eau distillée et ont besoin d’un apport extérieur d’énergie comme le glucose par exemple (carbone) ; les spores volumineuses qui contiennent des réserves nutritives et sont capables de germer dans de l’eau distillée pure sans apport extérieur d’énergie sous forme de carbone. Cette sensibilité des spores fongiques à la fongistase paraît être une adaptation des champignons au déficit nutritionnel du sol. En effet, si elles germaient spontanément, leur croissance ne pourrait se poursuivre en l’absence de nutriments, les tubes germinatifs seraient lysés et le stock de propagules des champignons du sol diminueraient rapidement, jusqu’à disparition complète. Cet effet fongistatique peut bien entendu être levé temporairement par l’addition de substrat énergétique12. Outre la compétition pour les substances carbonées, il en existe d’autres pour les éléments comme le fer, cuivre, zinc ou le manganèse présents en quantités variables dans la rhizosphère15. Par exemple, la compétition pour le fer ferrique (Fe3+), cofacteur de nombreuses enzymes, est très élevée car cet ion est extrêmement peu soluble aux pHs proches de la neutralité. Les microorganismes répondent à la carence en Fe3+ par la synthèse et l’excrétion de composés chélateurs : les sidérophores. Ceux-ci sont de puissants agents de séquestration du Fe3+. Toutefois, il existe une grande variabilité dans leur aptitude à complexer le fer. L’affinité pour le fer des sidérophores des champignons (par exemple la fusarinine de Fusarium oxysporum) est en général très inférieure à celle des sidérophores des bactéries (par exemple la pseudobactine des Pseudomonas) : cela signifie que les champignons sont le plus souvent moins compétitifs pour le fer que les bactéries12.

Même si la plupart des études sur l’action inhibitrice des Bacillus porte sur sa capacité de production de substance inhibitrice, l’action fongistatique des Bacillus est en partie liée au phénomène de compétition nutritive. Ce dernier phénomène est toutefois peu étudié pour les Bacillus15.

Antibiose

La production de substances antibiotiques est un autre mode d’action des Bacillus. Différents composés synthétisés par ces bactéries sont impliqués dans le processus de biocontrôle des pathogènes des plantes à travers leurs propriétés antimicrobiennes :

  • Les peptides qui regroupent différents composés antibiotiques :
    • La bacitracine, produite par B. licheniformis et B. subtilis possède une forte activité bactéricide contre les bactéries gram-positives16.
    • La tyrocidine, produit par B. brevis est également efficace contre de nombreuses bactéries gram-positives17.
  • Les lipopeptides qui regroupent différents composés antifongiques pouvant être classifiés en 3 familles principales 18 :
    • Iturines : les plus importantes étant les iturines A, C, D et E ainsi que des mycosubtilines et bacillomycines.
    • Surfactines : elles agissent également comme des tensio-actifs (biosurfactants) et incluent des variantes : surfactine, pumilacidine, lychenisine et halobaciline
    • Fengycines : représentées par de nombreux isomères : fengycines, plipastatines et maltacines.
Effet du Bacillus methylotrophicus NKG-1 contre Botrytis cinerea
Figure 1 : Efficacité de la souche de Bacillus methylotrophicus NKG-1 sur plants de tomates inoculés avec Botrytis cinerea. Feuilles de tomates inoculées avec B. Cinerea à 25°C en tant que témoin (A) et feuilles inoculées avec B. Cinerea après avoir pulvérisé la souche de Bacillus (B). (Source : Ge et al., 201619). Licence : « Figure 3 » par l’éditeur Plos One sous licence Creative Commons CC BY 4.0.

Les surfactines, du fait de leur nature amphiphile (espèce qui possède à la fois un groupe hydrophile et un groupe hydrophobe) sont des biosurfactants (ou « agents mouillants biologiques ») puissants capables de s’associer solidement dans les couches de lipides et par conséquent d’interférer avec l’intégrité des membranes biologiques20. La membrane est un assemblage de molécules en un double feuillet de lipides séparant la cellule de son environnement et délimitant le cytoplasme cellulaire, ainsi que les organites à l’intérieur de celui-ci. Les surfactines rendent ainsi la membrane perméable et vont jusqu’à une solubilisation complète de la double couche de lipides qui la constituent suivant la concentration en surfactines. L’efficacité des surfactines diminue avec la présence d’ergostérol (composant des membranes des cellules fongiques) ce qui explique la faible action antifongique de ces substances. Enfin, du fait de ces propriétés tensioactives, les surfactines sont impliquées dans la formation des biofilms autour des particules de sol et des racines des plantes et participent donc à leur implantation dans la rhizosphère21–23 (voir le paragraphe sur la colonisation de la zone racinaire).

Les Iturines sont fortement hémolytiques et montrent de ce fait un forte action antifongique in-vitro sur une large variété de moisissures et champignons mais une action antibiotique limitée24–27. De la même manière que les surfactines, la fongitoxicité de ces substances est certainement due à leur action sur la perméabilité de la membrane avec un mécanisme toutefois différent. En effet, ce mécanisme est basé sur la perturbation osmotique induisant la formation de canaux ioniques alors que les surfactines mènent à la solubilisation des composants de la membrane28. De même que les surfactines, la présence d’ergostérols dans les champignons et levures est importante pour l’activité des iturines contre ces microorganismes29 et explique d’ailleurs pourquoi ces substances n’ont pas d’action sur les cellules végétales constituées principalement de phytostérols.

Les fengycines représentent la 3ème famille de lipopeptides, elles sont principalement représentées par les fengycines A et B appelées également plipastines. Ces molécules sont moins hémolytiques que les iturines et surfactines mais possèdent tout de même une forte activité fongitoxique et spécialement sur les champignons filamenteux21,30,31. Le mécanisme d’action des fengycines n’est pas aussi bien étudié que celui des surfactines et iturines mais les molécules de cette famille interagissent également avec les membranes biologiques avec une efficacité dose dépendante32.

Enfin, les lipopeptides sont connues pour agir de manière synergique : les surfactines avec les iturines33, les surfactines avec les fengycines34 et les iturines avec les fengycines30,35. Par exemple, l’oïdium du melon est causé par Podosphaera fusca, un champignon de la division ascomycète. Les iturines et fengycines ont un effet synergique inhibiteur fort sur la germination des spores de ce champignon pathogène35. La moisissure grise du pommier est causée par Botrytis cinerea. L’application de lipopeptides enrichies en fengycines directement sur les fruits inhibe le développement du champignon36. Ainsi, les Bacillus sont capables de produire un large panel de substances fongitoxiques agissant en synergie et représentent donc un moyen de lutte biologique intéressant.

Production enzymatique

Outre la production d’antibiotiques, les Bacillus sont également capables de produire diverses enzymes à forte activité lytique très actives dans la dégradation des parois cellulaires fongiques comme la chitinase et la b-1,3-glucanase37,38. En effet, chez les champignons, la chitine est un constituant essentiel de la paroi latérale qui entoure et protège les cellules fongiques vis-à-vis de l’environnement. Elle participe notamment à la rigidité de la paroi fongique. A l’origine, ces enzymes servent principalement au Bacillus à convertir les nutriments contenus dans le sol sous une forme utilisable mais également à être compétitifs face aux nombreux microorganismes du sol8. Par exemple, la souche de Bacillus amyloliquefaciens V656 produit 2 types de chitinases hautement inhibitrices de Fusarium oxysporum39. Les chitinases produites par Bacillus thuringiensis inhibent quant à elles la germination des spores fongiques40.

Des études ont également montré que les Bacillus pouvaient produire des enzymes oxydatives liées aux mécanismes de défense comme la péroxydase, la polyphénol oxydase ou la Phenylalanine ammonia lyase41. En outre, ces enzymes oxydent les composés phénoliques. Ces composés peuvent ensuite s’accumuler et participer activement à Ia défense des plantes. Leur mode d’action est lié à leur pouvoir antimicrobien, au renforcement des parois des cellules végétales et à leur capacité de modulation et d’induction des réactions de défense de l’hôte42. Les concentrations de ces différentes enzymes sont maximales après l’infection dans les cellules proches de l’infection43. Par exemple, des plants de tomates génétiquement modifiés pour produire de fortes quantités de polyphénol oxydase sont connus pour être hautement résistants à de nombreuses maladies44. Autre exemple, la souche FZB42 de Bacillus amyloliquefaciens appliquée au sol  sur raygrass anglais induit une augmentation de l’activité péroxydasique qui contrôle en synergie avec d’autres mécanismes, les symptômes du Gray Leaf Spot (Pyricularia Grisea)45.

Stimulation de la croissance des plantes : une arme indirecte

Stimulation de la production d’enzymes et hormones végétales

Les Bacillus sont considérés comme des « PGPR »  (pour Plant Growth Promoting Rhizobacteria) car ils exercent un effet bénéfique sur la croissance des plantes20. Ils sont capables de stimuler la biosynthèse des hormones végétales. Dans ce processus, les plus étudiées sont l’acide gibbérellique (GA3) ou l’acide indole 3-acétique (IAA) qui exercent une action largement démontrée sur la croissance des plantes8,46,47. Celles-ci améliorent les capacités de prélèvement en nutriments de la plante et l’aident à se défendre contre divers stress biotiques ou abiotiques48,49. Le GA3 joue un rôle important avec l’auxine lors de l’élongation de la plante et la formation des jeunes feuilles50. L’IAA possède un rôle important dans la croissance de racines adventives et stimule la croissance foliaire en modifiant la division et la différenciation51. Certaines bactéries PGPR (Bacillus pumilus et licheniformis) seraient également capables de stimuler la production de gibbérellines (acide gibbérellique : GA) associée à l’extension des tissus végétaux52,53 ou encore à la régulation de la production d’éthylène, une hormone pouvant causer en outre l’inhibition de la croissance des plantes54.

Ainsi, les bactéries PGPR sont capables d’améliorer la croissance et la morphologie des plantes. De nombreuses études ont notamment montré et continuent de démontrer que l’inoculation de Bacillus était à l’origine d’une augmentation de la masse, longueur et surface racinaire mais également de la surface foliaire sur différentes cultures53,55–57 et notamment sur gazon avec le raygrass anglais58.

Effet du Bacillus amyloliquefaciens UCMB513 sur la croissance d'Arabidopsis thaliana
Figure 2 : Effet de la souche UCMB5113 de Bacillus amyloliquefaciens sur Arabidopsis thaliana. Les plants cultivés sur gélose (A) ou sol (B) et traités à la souche de Bacillus possèdent de plus grandes feuilles (A et B) et un réseau racinaire plus développé (A). (Source : Niazi et al., 201459). Licence : Figure 7 par l’éditeur Plos One sous licence Creative Commons CC BY 4.0.

Par exemple, la souche de Bacillus subtilis OTPB1 inoculée à des graines de tomates en pot améliore considérablement les croissances foliaire et racinaire, la surface foliaire et la germination des graines de la plante. Des taux plus élevés de phytohormones (GA3, IAA) et enzymes impliquées dans les mécanismes de défense (peroxydase (PO), polyphénol oxydase (PPO) et superoxyde dismutase) sont mesurés dans les plants traités par rapport aux témoins60. Autre exemple : l’application de différentes souches de Bacillus subtilis sur soja et blé en conditions contrôlées améliore la disponibilité du zinc, stimule la production d’acides organiques et d’auxine des plantes et augmente la biomasse microbienne de la rhizosphère61. La souche SH1RP8 de Bacillus augmente de 8% la tolérance à la salinité de Peucedanum Japonicum (herbe médicinale des zones sableuses côtières). Elle améliore de 11% sa croissance foliaire par rapport au témoin et de 52% sa production de matière sèche62.

Sur raygrass anglais (Lolium perenne, variété « esquire », inscrite au catalogue européen des semences), l’application de la souche GB03 de Bacillus subtilis au solau moment du semis augmente sa tolérance à la sécheresse (aucun apport d’eau pendant 20 jours puis de nouveaux arrosages et une évaluation 7 jours après)58. Lors de la phase de sécheresse et par rapport au témoin, les plants inoculés maintiennent plus de masse foliaire, matière sèche, teneur en eau de la plante. La concentration en chlorophylle est plus élevée et la conductivité électrique des feuilles diminuée. 7 jours après ré-humectation, le taux de survie des plants inoculés est significativement plus élevé, en parallèle à une biomasse et une teneur en chlorophylle plus grande par rapport au témoin (voir figure 3).

Figure 3 : évaluation de la souche GB03 et d’un agent rétenteur d’eau sur la tolérance à la sécheresse d’une variété de raygrass anglais. 7 jours après ré-arrosage, la souche GB03 permet au gazon de repartir par rapport au témoin.(Source : Su et al., 2017) Licence : « Figure 1 » par l’éditeur International Journal of Molecular Sciencessous licence Creative Commons CC BY 4.0.

Lors d’essais effectués sur 3 saisons avec raygrass anglais (variété « Equira ») et fétuque élevée (variété « Comfort ») (Festuca arundinacea) l’inoculation des souches OSU-142 de Bacillus subtilis et M3 de Bacillus megaterium (connues pour leurs propriétés de fixation de l’azote atmosphérique et de solubilisation du phosphore) réduit les applications d’azote nécessaires au maintien de la couleur et de l’aspect esthétique (1 application au moment du semis puis 1 tous les 6 mois). Les résultats sont comparables au témoin ne comprenant que des applications d’engrais63. Les deux espèces de Bacillus améliorent significativement la couleur des deux espèces de gazon et leur croissance (plus de matière sèche dans les déchets de tonte, voir figure 4). Aucune différence significative n’est mesurée pour le pâturin des prés (Poa pratensis, variété « Conni »).

Influence des Bacillus sur la croissance des gazons
Figure 4 : Influence des souches de Bacillus sur la croissance de 3 espèces de gazon. Données moyennes sur la durée de l’essai. Les valeurs avec de lettres différentes sont significativement différentes au seuil de probabilité choisi. NA : nitrate d’ammonium. B. M3 : Bacillus subtilis M3. OSU-142 : Bacillus Megaterium OSU-142. (Source : tiré de Acikgoz et al., 2016). Licence : tiré de « table 1 » par l’éditeur journal of plant nutrition, tous droits réservés.

Enfin, une dernière étude sur les endophytes du gazon menée à l’université de Rutgers a également montré que des semences de pâturin des prés inoculées avec différentes bactéries dont Bacillus amyloliquefaciens et Bacillus pumilus améliore la germination et l’installation des jeunes plantules et ceci dans des conditions de salinité64.

Effet de la souche YL6 de Bacillus cereus sur la croissance du soja, du blé et du chou chinois.
Figure 5 : Effet de la souche YL6 de Bacillus cereus sur la croissance du soja (A), du blé (B) et du chou chinois (C). CK est le témoin non traité, M le témoin traité avec le milieu de culture et YL6 le traitement avec le Bacillus cereus YL6. (Source : Ku et al., 201853). Licence : « Figure 1 » par l’éditeur Plos One sous licence Creative Commons CC BY 4.0.

Amélioration de la disponibilité en éléments nutritifs

Enfin, les Bacillus sont également considérés comme « biofertilisants »48 c’est-à-dire que ce sont des organismes vivants permettant une meilleure disponibilité des nutriments pour les racines de la plante hôte et donc une possible réduction des applications d’engrais.

Azote

La fixation biologique de l’azote est le processus de réduction enzymatique (nitrogénase) durant lequel de l’azote gazeux N2 est transformé en azote ammoniacal (NH4+), ou ammoniac (NH3) disponible pour les plantes. Bien que les rhizobiums soient les plus étudiés concernant cette caractéristique, il a été montré dans plusieurs publications que différents Bacillus étaient capables de fixer l’azote atmosphérique65–67. Cependant, sur des plantes non légumineuses comme les graminées, cet effet reste limité par rapport au besoin en azote des plantes et les propriétés PGPR de ces bactéries proviendraient plus de leur capacité à stimuler la production de phytohormones des plantes68,69.

Phosphore

Bien que l’entretien des graminées à gazon ne soit pas très exigeant vis-à-vis du phosphore, celui-ci fait tout de même partie des éléments majeurs et se retrouve dans les sols sous des formes souvent inutilisables par la plante48. Certaines bactéries sont capables de produire des enzymes comme la phosphatase ou des acides organiques capables de convertir le phosphore sous ses formes utilisables par les plantes : H2PO4 et HPO42-. La solubilisation du phosphore est le mode d’action le plus commun des rhizobactéries PGPR capables d’améliorer la disponibilité des éléments nutritifs70. A ce titre, certains Bacillus ont été étudiés pour cette capacité sur diverses cultures71–74 mais peu d’études portent sur les souches commerciales. Par exemple, la souche de Bacillus cereus YL6 inoculée sur soja et blé est capable d’augmenter la concentration en phosphore disponible de 120 et 62% respectivement par rapport au témoin. La concentration en phosphore dans les tissus a augmenté de 198% pour le soja mais seulement de 6% pour le blé53.

Fer

La disponibilité du fer dans les sols est fortement dépendante des conditions physico-chimiques. Pour des pHs alcalins, le fer est peu disponible sous des formes solubles. Les plantes préfèrent absorber le fer sous sa forme la plus réduite : la forme ferreuse (Fe2+). La forme ferrique (Fe3+) est cependant la plus courante dans les sols et précipite facilement dans les formes oxydées du fer75. Les plantes sont capables de produire des exsudats racinaires capables de complexer le fer ferrique et de le maintenir en solution (agents chélatants naturels et phytosidérophores). Ces chélates rendent disponible le fer près des racines où il est ensuite réduit sous sa forme ferreuse et absorbé par la plante48.  Les greenkeepers utilisent aujourd’hui de nombreuses formes de fer chélaté, synthétiques (EDTA, EDDHA, DTPA) ou organiques (acides faibles, ligno-sulfonates) avec un problème évident d’accumulation dans l’environnement pour les chélates de synthèse et un coût financier non négligeable.

Certaines bactéries sont capables elles aussi de produire des sidérophores et il a été montré que la plante pouvait absorber les complexes Fe3+/sidérophore76–78. Il a d’ailleurs été démontré sur tomate qu’une souche de Chryseobacterium (C138) permettait une aussi bonne disponibilité du fer avec ses sidérophores qu’un chélate de fer (EDDHA)79. Toutefois, le débat sur la capacité du complexe à participer à la nutrition en fer de la plante est encore ouvert48. Enfin, certaines souches comme la souche GB03 de Bacillus subtilis seraient capables d’activer les gènes à l’origine des mécanismes d’absorption du fer de la plante80. Cette même souche stimule également le relargage de protons des racines et induit ainsi une acidification de la rhizosphère qui rend également le fer plus disponible.

Effet de la souche GB03 de Bacillus subtilis sur la disponibilité du fer d'Arabidopsis thaliana
Figure 6 : le Bacillus GB03 augmente l’activité de l’enzyme réductase du fer. Sur le graphique, les barres noires correspondent à l’activité réductase pour les plants traités d’Arabidopsis thaliana avec la souche GB03 et les barres blanches le témoin non traité. Sur la photographie, le plant de droite est traité avec la souche de Bacillus et le plant de gauche simplement à l’eau. (Source: tiré de Zhang et al.,200980). Licence : « Figure 2 » en free access, par l’éditeur Wiley, tous droits réservés

Stimulation des défenses naturelles

La plupart des souches PGPR sont également capables de stimuler des formes de résistance chez la plante hôte81. Les fengycines et surfactines sont en effet impliquées dans le phénomène d’immunité induite des plantes (« ISR » pour Induced Systemic Resistance en anglais et RSI pour « Résistance Sytémique Induite »). Le rôle de ces deux substances a par exemple été mis en avant sur pois et tomate avec une protection similaire en présence du bacillus ou des surfactines et fengycines isolées de cette même souche34.

En tant qu’éliciteurs, ces lipopeptides sont responsables de l’activation de plusieurs voies métaboliques au sein de la plante en se liant de manière spécifique à des récepteurs membranaires. Ils déclenchent ainsi une cascade d’évènements menant à l’expression des réactions de défense chez la plante synthétisés ci-bas82 :

Réponse précoce et transduction du signal éliciteur :

  • Activation de protéines G, kinases, modification des flux ioniques et surtout production de formes actives de l’oxygène (FAO) lors de la réponse précoce au signal éliciteur. Ce dernier phénomène est aussi appelé « stress oxydatif ». L’accumulation de radicaux libres toxiques (produits issus de l’oxydation) permet à la plant de se défendre : défense antimicrobienne directe, régulation de gènes et réaction d’hypersensibilité82. Par exemple, sur canne à sucre, la présence de la souche 203-6 de Bacillus pumilus est associée à une augmentation de l’activité péroxidasique83 (activité antioxydante déclenchée par la production déséquilibrée de formes actives de l’oxygène).
  • Production de phytohormones (acide jasmonique, éthylène, acide salicylique, acide abscissique) qui sont de véritables régulateurs de la résistance systémique induite. Sur tomate par exemple, le Bacillus est capable de stimuler la production d’enzymes à l’origine de ces phytohormones84. Autre exemple : des plantes traitées à la souche de Bacillus pumilus SE34 possèdent des concentrations plus élevées en acide salicylique85.

Réponse de la plante au signal éliciteur :

  • Renforcement des barrières externes (dépôt de callose, lignification) comme la paroi, afin de retarder ou même d’empêcher la pénétration de l’agent pathogène (stimulation de l’activité de certaines enzymes comme la phényl-alanine-ammonialyase (PAL) dont la concentration augmente naturellement après l’infection43). Sur pois cultivé, la réduction de l’infection des racines par Fusarium Oxysporum après traitement avec la souche de Bacillus SE34 est associée à un renforcement des cellules épidermales et corticales des racines du pois constituant une barrière fongique86 ( nombreux dépôts de callose et présence de composés phénoliques).
  • La création d’un environnement toxique au cas où le parasite parviendrait à franchir les barrières structurales nouvellement formées. Les molécules produites de façon séquentielle, agissent en synergie pour assurer une protection efficace et stable de la plante contre l’agression microbienne et incluent82 :
    • Les phytoalexines
    • Les protéines de stress ou protéines PR : chitinases, glucanases, osmotines, permatines, oxalates-oxydases. Bacillus pumilus sur canne à sucre est capable de stimuler la production de chitinases et glucanase83.
    • Les inhibiteurs de protéases

A titre d’exemple, la souche FZB42 de Bacillus amyloliquefaciens semble déclencher ce type de réactions sur raygrass anglais (Lolium perenne) avec une efficacité partielle contre Gray Leaf Spot (Pyricularia Grisea)45.

Colonisation racinaire & implantation

Formation du biofilm

L’attachement et l’agrégation des micro-colonies représentent les processus de base dans la colonisation des racines des plantes par les rhizobactéries comme les Bacillus87. Ces micro-colonies peuvent même être considérées comme un type de « biofilm » car elles évoluent et se comportent comme tel sur les racines et sur les particules de sol22 en formant plusieurs couches de cellules d’une épaisseur de 2-3 micromètres88. Peu d’études se sont penchées sur les capacités de colonisation des bactéries et principalement pour les gram-négatives (Pseudomonas sp.).

Les nouvelles techniques moléculaires et la disponibilité de marqueurs ont permis récemment d’étudier l’implantation de certaines souches de Bacillus89. Des techniques poussées de microscopie ont permis de découvrir que les bactéries se comportaient différemment au cours de la colonisation selon l’espèce végétale. Alors que sur la culture du maïs, la souche de Bacillus amyloliquefaciens FZB42 colonise préférentiellement la base et les parties adjacentes des racines primaires incluant la jonction entre le rhizoderme et le poil racinaire, la même souche appliquée sur Arabidopsis thalianacolonise préférentiellement la pointe des racines primaires, des racines latérales émergentes et des poils racinaires. Il semblerait que ces colonies se positionnent pour maximiser le contact avec les racines pour une meilleure utilisation des nutriments excrétés par ces dernières. Chaque espèce sécrète des exsudats riches en nutriments sur des sites différents à l’échelle des racines, d’où cette localisation préférentielle. Sur petite lentille d’eau (Lemna minor), la même souche de Bacillus colonise également la pointe des racines mais également la jonction entre feuilles et racines où les colonies deviennent visibles 24 heures après inoculation. Les jours suivants, les colonies s’étendent à l’intégralité de la surface des feuilles et des racines. Un biofilm local se forme alors sur les racines, constitué d’une matrice extracellulaire avec des cellules à morphologie altérée23,89,90. Cette matrice possède une fonction de « glue moléculaire » permettant aux Bacillus de former des agrégats multi-cellulaires. Elle est constituée, outre des éléments constituants des bactéries qu’elle abrite, de divers composants issus de leurs excrétas et déchets métaboliques, tels que des polysaccharides, lipopolysaccharides, agglutinines et des exopolysaccharides23. Pour la souche FZB42, la colonisation est visible dès 24 heures sur Lemna minor et le biofilmest formé entre 7 et 9 jours après inoculation suivant l’espèce végétale89. Cette même souche est strictement non endophyte c’est-à-dire qu’elle ne colonise pas l’intérieur de la plante. La souche de Bacillus cereus YL6 est quant à elle capable d’investir le cortex racinaire et les vaisseaux du soja et du blé 9 jours après inoculation en commençant par s’attacher aux poils racinaires (3 jours après inoculation)53 et peut être considérée comme endophyte.

Figure 7 : Bacillus subtilis formant un biofilm sur les racines d’Arabidopsis thaliana (zones fluorescentes vertes et bleues). La colonisation des racines est observée 24 heures après inoculation sur des plants âgés de 6 jours. (Source : Beauregard et al., 201391) Licence : « Figure 1 » Copyright 2019 National Academy of Sciences, tous droits réservés.
Figure 8 : Bacillus subtilis colonisant des racines d’Arabidopsis thaliana (zones vertes fluorescentes) : formation du biofilm. Inoculation du Bacillus sur des plants âgés de 6 jours (Source : Beauregard et al., 201391) Licence : « Figure 1 » Copyright 2019 National Academy of Sciences, tous droits réservés.

Les individus des colonies de bactéries se déplacent dans le système racinaire pour trouver de nouvelles niches sources de nutriments. Ce mouvement, appelé « swarming », exige des flagelles et dépend fortement de la production de biosurfactants (surfactines et iturines)92 qui agissent comme « agents mouillants » facilitant le déplacement des colonies. Ainsi, les lipopeptides et principalement les surfactines sont indispensables à la formation du biofilmet par conséquent à la bonne implantation des Bacillus23,89. En effet, une étude a révélé la difficulté d’une souche mutante non productrice de surfactine à former un biofilmà la surface de Arabidopsis thaliana23.

Impact du milieu sur la colonisation et la production de lipopeptides

Influence des teneurs en éléments nutritifs et pH

Les conditions environnementales de la rhizosphère (teneur en nutriments, pH, température, concentration en oxygène, taux de production d’exsudats racinaires) influent sur la capacité des microorganismes comme Bacillus à exercer ses capacités de biocontrôle20,93. L’impact de ces différents paramètres a d’ailleurs été étudié in-vitro94–97. En particulier, les disponibilités en carbone et azote influencent de manière drastique la production de métabolites antimicrobiens des rhizobactéries98,99. Ainsi, le développement des populations bactériennes est restreint par la concentration en nutriments dans la rhizosphère, largement dépendante de la production d’exsudats racinaires par la plante87,93,97.

A titre d’exemple, pour Bacillus subtilis (différentes souches) et sur milieu synthétique, la production de surfactines est faible à pH 5 et plus élevée à pH 797. Autre exemple pour la souche ATCC6633 de Bacillus subtilis, la synthèse de mycosubtiline est 25 fois plus élevée dans un milieu limité en oxygène.

Sur milieu synthétique, les cellules bactériennes en transition entre la phase exponentielle à la phase stationnaire produisent principalement des surfactines. La synthèse de fengycines démarre au début de la phase stationnaire et celle d’iturines débute encore plus tard30,100. Ceci implique que les conditions rhizosphériques peuvent diriger la physiologie des cellules bactériennes en les maintenant à un niveau de croissance donné impliquant la production de certains lipopeptides spécifiques20.

Pour reprendre l’exemple de la souche FZB42 de Bacillus amyloliquefaciens89, les surfactines sont les seuls lipopeptides à avoir été détectés dans des conditions de laboratoire lors de la colonisation des feuilles et racines de Lemna minor.

Influence de la température

Peu de publications existent sur l’impact réel de la température sur les capacités de biocontrôle de Bacillus. Il est communément admis que le genre se développe peu en-dessous de 5°C.

La température a effectivement un impact fort sur le développement des Bacillus. A 15°C, une répression de 301 gènes est constatée pour Bacillus subtilis par rapport à 37°C101.

La température optimale de croissance de la souche de Bacillus pumilus SAFR-032 est de 30°C et la température optimale de production de substances antibiotiques est de 35°C102. La température optimale de production d’iturine A pour la souche de Bacillus subtilis RB14 est de 25°C alors que la température optimale pour les surfactines est de 37°C103.

La bactérie endophyte Ralstonia pickettii exerce des capacités de biocontrôle maximales à 20°C sur un pathogène de la tomate (Ralstonia solanacearum) et décroit rapidement autour de cet optimal104.

Malgré tout, des applications répétées tous les 15 jours en période froide de la souche QST713 de Bacillus subtilis sur green de golf en pâturin annuel limitent le développement de la fusariose froide. La souche exerce donc encore une activité de biocontrôle sous les températures hivernales de l’Oregon105.

Des investigations sur l’effet de la température sur chaque souche sont nécessaires pour mieux déterminer leur période d’utilisation.

Pérennité de l’implantation

Les nouvelles méthodes moléculaires permet[RG1] tent désormais de suivre l’évolution précise des populations d’une souche lorsque des marqueurs moléculaires sont disponibles90,106. Voici quelques exemples illustrant les capacités d’implantation de différentes souches de Bacillus.

Sur maïs semé dans un sol naturel, l’application des souches de Bacillus firmus I-1582 et amyloliquefaciens QST713 entraîne une colonisation de la rhizosphère encore détectable à 104-105 ufc/g de racine au bout de 28 jours106. Les populations initiales dans le sol étaient de 106 ufc/g de racine pour la souche de B. firmus I-1582 et 107 ufc/g de racine pour la souche de B. amyloliquefaciens QST-713. Dans les conditions de l’expérimentation, ceci implique une perte de l’ordre de 105 ufc/g de racine par mois pour la souche QST-713 et de 106 ufc/g de racine par mois pour la souche I-1582. Ces résultats en conditions naturelles sont comparables aux conditions stériles, ce qui montre bien que la colonisation de ces souches n’est pas ou peu perturbée par la microflore déjà présente. La variété de maïs n’influence pas non plus la dynamique des populations dans le sol.

Sur plants de tomates inoculés avec la souche de Bacillus subtilis PTS-394, 106 ufc/g de racine sont détectés immédiatement après inoculation jusqu’à 21 jours90. Le biofilm s’est formé 7 jours après inoculation. Autre observation intéressante : l’impact de l’inoculation sur les populations microbiennes dure seulement 14 jours sur les populations fongiques et 3 jours sur les populations bactériennes. L’implantation de cette souche ne semble pas avoir d’impact négatif durable sur les populations microbiennes du sol testé (mélange de vermiculite et de compost végétal).

Enfin, de la même manière, la souche de Bacillus amyloliquefaciens FZB42 inoculée sur salade au champ s’implante durablement avec une population initiale de 2,8.107 ufc/g de racine pour diminuer à 4,0.106 ufc/g de racine au bout de 5 semaines107. L’inoculation rompt l’équilibre des populations bactériennes temporairement avant de revenir vers l’état initial.

Ainsi, ces études montrent que l’implantation des souches de Bacillus est possible sur diverses cultures et différents types de sols avec une présence significative de la bactérie sur 4 à 5 semaines. La plupart des études ne mesure malheureusement pas les dynamiques de population au-delà de 5 semaines. Il serait donc intéressant de réaliser des monitorings plus longs à l’échelle de la saison.

Souche IT45
Figure 9 : souche IT45 de Bacillus amyloliquefaciens sur milieu synthétique. (Source : R. GIRAUD, 2019). Licence : clinique du gazon, tous droits réservés.

Spectre d’action sur gazon

Les publications étudiant l’efficacité des Bacillus sur un large panel de pathogènes du gazon sont rares.

Comme décrit précédemment, les modes d’action des Bacillus sont variés et leur spectre est par conséquent assez large. Celui-ci est tout de même limité par la gamme de températures pour laquelle les Bacillus sont capables de se développer : le développement est limité pour des températures inférieures à 5-7°C suivant le genre.

A l’heure actuelle, aucune société française n’a homologué de Bacillus en tant que produit de biocontrôle. Seules 3 souches de Bacillus sont homologuées en tant que matières fertilisantes :

  • La souche de Bacillus amyloliquefaciens IT45 de la société Lallemand distribuée par ICL
  • La souche de Bacillus amyloliquefaciens M4 (E4CDX) de la société Compo Expert
  • La souche de Bacillus amyloliquefaciens R6CDX de la société Compo Expert

Bien que ces souches aient très probablement une action de biocontrôle, aucune mention n’est autorisée par l’ANSES et seules des mentions relatives à la croissance des plantes sont légales.

Diverses souches non homologuées sont toutefois utilisées sur le marché du gazon avec pour certaines le risque d’une formulation hasardeuse et/ou d’une efficacité non démontrée.

Concernant le spectre d’action des Bacillus, les décisions d’homologation des produits autorisés dans d’autres pays en tant qu’agent de biocontrôle sur gazon sont intéressantes.

D’abord introduite en 2001 sur le marché horticole, la souche GB03 de Bacillus subtilis est disponible aux Etats-Unis et homologuée par l’EPA avec un usage gazon depuis 2008 (voir l’autorisation de cette souche). La spécialité commerciale (Companion) est vendue par la société Growth Products aux USA. Les usages autorisés pour ce produit sont les suivants :

  • Anthracnose (Colletotrichum graminicola)
  • Brown Patch (Rhizoctonia spp.)
  • Dollar Spot (Clarireedia jacksoni)
  • Summer Patch (Magnaporthe poae)
  • Fusariose froide (Microdochium nivale)
  • Pythium (Pythium spp.)

La société recommande des applications lorsque la température du sol est supérieure à 7°C.

La souche de Bacillus licheniformis SB3086 est également homologuée aux USA (voir l’autorisation de l’EPA) avec un usage gazon. La spécialité commerciale (Ecoguard®) et les usages autorisés sont également très nombreux avec la plupart des maladies estivales et mêmes hivernales, ce qui est plutôt étonnant.

Enfin, la souche de Bacillus subtilis QST713 (Rhapsody®) est également homologuée avec un usage gazon aux Etats-Unis. Le spectre sur gazon comprend les maladies suivantes :

  • Anthracnose (Colletotrichum graminicola)
  • Brown Patch (Rhizoctonia solani)
  • Dollar Spot (Clarireedia jacksonii)
  • Gray Leaf Spot (Pyricularia grisea)
  • Oïdium (Erysiphe graminis)
  • Fil Rouge (Laetisaria fuciformis)

Outre ces usages autorisés par l’EPA, les études scientifiques disponibles sur l’efficacité des souches de Bacillus sur les espèces de gazon sont rares, en voici une synthèse non exhaustive.

Pyricularia grisea (Gray Leaf Spot)

Une étude portant sur l’efficacité de différents microorganismes sur Pyricularia grisea (Gray Leaf Spot : voir l’article de la clinique du gazon à ce sujet) tente de vérifier l’efficacité de différentes souches de Bacillus108.

In-vitro (essais d’antagonisme sur milieu synthétique en boîte de Pétri), l’efficacité des souches de Bacillus est remarquable : le pouvoir d’inhibition des souches testées sur Pyricularia grisea varie entre 65.3% et 93.1% (18 souches testées).

Sous serre, le protocole consiste à appliquer les différentes souches de Bacillus par voie foliaire sur raygrass anglais (Lolium perenne, variété « Arrow ») et raygrass italien (Lolium multiflorum, variété « Barrextra ») âgés de 4 semaines. Deux jours plus tard, le champignon pathogène est inoculé et les dégâts observés. L’efficacité est moins spectaculaire sur les 7 souches testées. La réduction des symptômes foliaires existe mais n’est pas significative sur raygrass italien : entre 2 et 34% de réduction des symptômes foliaires contre 28 à 32% pour le fongicide témoin à base d’azoxystrobine. Sur raygrass anglais, la réduction des symptômes est significative suivant la souche et varie entre 12% et 42%. L’azoxystrobine réduit quant à elle les symptômes de 36 à 54%.

Au champ, les applications sont également réalisées par voie foliaire. Sur deux souches de Bacillus testées, la réduction des symptômes foliaires s’élève à 22% (raygrass annuel) et 37% (raygrass anglais) avec une réduction significative seulement observée sur raygrass anglais108. A titre de comparaison, l’azoxystrobine utilisée réduit de 44% les symptômes sur raygrass annuel et de 54% sur raygrass anglais. Le protocole est le même que sous serre : le pathogène est inoculé sur des plantes âgées de 4 semaines avec une application foliaire des souches de Bacillus deux jours avant l’inoculation.

Une seconde étude décrit les mécanismes d’action de la souche FZB42 de Bacillus amyloliquefaciens sur la maladie45. L’application au sol de la souche FZB42 mutante (ne produisant pas de bacillomycine D et de fengycine) et de surfactines produites par la souche réduisent significativement l’incidence et la sévérité du Gray Leaf Spot. Alors que les symptômes les plus sévères sont présents à 74% dans le témoin, ils sont seulement détectés à 30% en présence de la souche de Bacillus et 21% en présence des surfactines. La souche n’est pas détectée sur la surface foliaire (moins de 1.102 ufc/g de tissue foliaire) alors qu’elle est présente dans la rhizosphère à raison de 6,1.106 ufc/g de racine. L’efficacité du traitement proviendrait de l’immunité induite (ISR) par la souche. Les chercheurs constatent ainsi :

  • Une accumulation de peroxyde d’hydrogène et de composés phénoliques
  • Une augmentation de l’activité enzymatique péroxydasique
  • Une présence de dépôts de callose en quantité.

De plus, la présence de surfactine semble activer divers gènes de défense et une réaction d’hypersensibilité au sein de la plante. Ainsi, la souche FZB42 de Bacillus amyloliquefaciens semble être une solution de biocontrôle potentielle contre Gray Leaf Spot.

Fusariose froide (Microdochium nivale)

Une étude réalisée par Clint Mattox à l’université d’Oregon et publiée en 2018 démontre l’efficacité d’une souche de Bacillus subtilis (souche QST713, vendue sous la spécialité commerciale Rhapsody® ) sur fusariose froide105.

Ces essais sont menés sur green composé de pâturin annuel tondu à 3.8mm.  Durant deux saisons, la souche a été pulvérisée par voie foliaire toutes les 2 semaines de Septembre à Juin à raison de 15.9 L/ha dans 814L d’eau/ha (soit 1,6.1010 ufc/ha). Les quantités annuelles d’azote appliquées sont de 283 unités/ha la première année et 222 unités/ha la deuxième année. Une réduction significative de la maladie est observée sur les deux saisons par rapport au témoin (diminution des dégâts de 40% la première année et 30% la seconde). Cependant, la qualité des greens obtenue reste en-dessous du standard requis dans les golfs lors de la période hivernale. Cette étude montre tout de même le potentiel de cette souche de Bacillus si les applications sont réalisées dans une logique globale de gestion de la fusariose froide. Autre fait étonnant : alors que les températures sont théoriquement trop faibles pour un bon développement du Bacillus, une efficacité est constatée.

Enfin, une étude similaire menée sur fusariose froide en 1997 en Angleterre a montré qu’une souche de Bacillus était capable de diminuer la sévérité de la fusariose froide jusqu’à 76.1%109.

Effet d'une souche de Bacillus sur Microdochium nivale isolé sur gazon
Figure 10 : Tests d’antagonisme sur milieu synthétique en boîte de Pétri à 25°C. A gauche : 1 souche de fusariose froide témoin. A droite : à chaque extrémité, la même souche de fusariose froide en présence d’une souche de Bacillus amyloliquefaciens homologuée sur gazon en France. La souche de Bacillus est largement antagoniste de la fusariose froide. (Source : clinique du gazon). Licence : Clinique du gazon, tous droits réservés.

Summer Patch (Magnaporthe poae)

Des essais réalisés à l’université de Rutgers110 ont montré qu’une application simultanée de fongicide (Heritage 50WG® : azoxystrobine) et de Bacillus (Companion® : Bacillus subtilis GB03) par voie foliaire réduisait plus significativement (intensité inférieure à 5%) les attaques de Summer Patch (Magnaporthe poae) sur pâturin des prés qu’une application simple d’azoxystrobine ou de Bacillus (intensités respectives entre 5 et 15%).Il existe ainsi une synergie entre le fongicide de synthèse et la souche de bactérie. Les produits ont été appliqués tous les 14 jours et la hauteur de tonte était maintenue à 3.9 cm.

Enfin, l’application de la souche de Bacillus seule a permis d’obtenir une diminution des symptômes largement significative par rapport au témoin non traité et comparable à celle du fongicide de synthèse.

Dollar Spot (Clarireedia jacksonii)

Des essais réalisés à l’université du Mississipi en 2006 ont évalué différentes spécialités commerciales à base de microorganismes sur Dollar Spot et chiendent (variété « Tifgreen » tondue à 6mm 3 fois par semaine et fertilisée avec 25 kg d’azote mensuels)111.

Les applications par voie foliaire de la souche de Bacillus sont effectuées à 6.1010 ufc/ha tous les 7 ou 14 jours dans 800L d’eau/ha avec le produit Ecoguard® : souche SB3086 de Bacillus licheniformis. Un troisième traitement qui alterne Chlorothalonil et Bacillus est effectué.

L’application de la souche bactérienne a permis de réduire l’intensité des attaques de 92% pour une application tous les 7 jours, de 66% pour une application tous les 14 jours et enfin de 95% en alternance avec le Chlorothalonil.

Symptômes du dollar spot lors d'essais menés à l'université du Mississippi pour le témoin non traité (gauche) et le traiment au Bacillus SB3086 (droite).
Figure 11 : Symptômes du dollar spot lors d’essais menés à l’université du Mississippi pour le témoin non traité (gauche) et le traiment au Bacillus SB3086 (droite). (Source : Tomaso-Peterson, 2006111). Licence : image par Mississippi agricultural & Forestry Experiment Station, tous droits réservés.

Dans des essais similaires réalisés en 2009 à l’université du Massachusetts, les résultats ne sont pas aussi convaincants112.  La souche de Bacillus amyloliquefaciens QST 713 (Rhapsody®) appliquée tous les 14 jours sur green en agrostide stolonifère (variété L93) et pâturin annuel à 1.1010 ufc/ha (dose 6 fois inférieure à la dose recommandée par le fabricant) n’a pas d’effet significatif sur le développement de la maladie. La dose d’application est toutefois inférieure aux doses classiques utilisées pour cette souche et la fréquence d’application est peut-être trop faible en période de pression forte.

Anthracnose (Colletotrichum Graminicola)

En 2007, des essais de différentes spécialités fongicides ont été réalisés à l’université de Rutgers sur anthracnose et green en pâturin annuel très sensible à ce pathogène113. L’application par voie foliaire de la souche SB3086 de Bacillus licheniformis (Ecoguard®) tous les 7 jours à 6.1010 ufc/ha à partir du 18 Mai a permis de diminuer significativement la pression de l’anthracnose par rapport au témoin sur le mois de Juillet (10 et 25% de la surface touchée contre 40 et 75% pour le témoin aux deux dates). Lors de la période de forte pression du mois d’Août, l’efficacité est toujours significative mais pas assez pour maintenir un green de qualité satisfaisante (82% de la surface du témoin infestée contre 63% de la surface où le Bacillus a été appliqué). La souche diminue tout de même la pression et reste très intéressante dans un programme global de gestion de l’anthracnose.

Dans le même essai, la souche de Bacillus amyloliquefaciens QST 713 (Rhapsody®) appliquée tous les 14 jours diminue l’intensité des attaques en Juillet mais les effets ne sont plus significatifs en Août (période de forte pression).

Brown Patch (Rhizoctonia Solani)

Des essais réalisés par John Kaminski à l’université du Connecticut ont étudié l’effet de diverses spécialités commerciales dont une souche de Bacillus sur Brown Patch (Bacillus amyloliquefaciens QST 713 : Rhapsody®) avec agrostide commune ou ténuis, sensible à ce pathogène114. Les applications ont été réalisées le 27 Juin, 11 Juillet et 25 Juillet (environ 15 jours d’intervalle) à une dose inférieure à la dose classiquement utilisée : 5.109 ufc/ha (contre 6.1010 ufc/ha recommandés par le fabricant et utilisées dans la plupart des essais).

Dans ces conditions, l’intensité de la maladie a été plus élevée sur les parcelles traitées au Bacillus que sur le témoin montrant toute la complexité de la bonne dose et bonne fréquence d’application.

Sur green composé d’agrostide stolonifère (variété « L93 ») et pâturin annuel, la souche de Bacillus amyloliquefaciens QST 713 (Rhapsody®) appliquée tous les 14 jours à 1.1010 ufc/ha (dose 6 fois inférieure à la dose recommandée par le fabricant) diminuait significativement l’intensité de la maladie112.

Dose et fréquence d’utilisation

Dose d’utilisation

Le Tableau 1 répertorie l’ensemble des produits à base de Bacillus homologués en France en application foliaire ou au sol et deux spécialités homologuées sur gazon aux USA. Il reprend également les doses d’Unités Formant Colonie (UFC) par hectare homologuées pour chacun des produits.

Sur l’ensemble des produits, la dose minimale d’application est de 5 à 8.109 à 1.1014 ufc/ha avec une moyenne à 1.1012 ufc/ha. Pour une même souche, les doses ufc/ha sont parfois différentes (Rhapsody® et Serenade Max® par exemple).

Spécialité commerciale ufc/ha homologation gazon France souche
Vitalnova Eneryl® 8.1011 oui Bacillus amyloliquefaciens IT45
Floranid BS® 3 à 9.1011 oui Bacillus amyloliquefaciens E4CDX (M4)
Vitanica RZ® 9,8.1010 à 7,8.1012 oui Bacillus amyloliquefaciens R6CDX
Agrosil Algin® 3,9.1011 à 1,2.1012 oui Bacillus amyloliquefaciens R6CDX
Companion® 1,8 à 3.1011 non Bacillus subtilis GB03
Ecoguard® 6.1010 non Bacillus licheniformis SB3086
Serenade Max/Texio® 1.026.1014 non Bacillus amyloliquefaciens QST 713
Ballad/Sonata® 2.1012 non Bacillus pumilus QST 2808
Rhapsody® (US) 5 à 8.109 non Bacillus amyloliquefaciens QST 713
Integral Pro/Serifel® 2,75.10110 non Bacillus amyloliquefaciens MBI600
Taegro® 3,7.1012 non Bacillus amyloliquefaciens FZB42
Amylo-X WG® 1,25.1011 non Bacillus amyloliquefaciens D747

Il semble évident que les doses ufc/ha ne devraient pas descendre en-dessous de 109 sans excéder 1014 suivant la souche utilisée.

Des doses trop élevées d’application donnent parfois lieu à un jaunissement transitoire de la surface engazonnée (2 à 3 jours). Le gazon reverdit ensuite. L’hypothèse la plus probable est la compétition nutritive entre gazon et bactéries pendant quelques jours.

Fréquence d’application

Aux USA, les applications de la souche GB03 de Bacillus Subtilis sont recommandées tous les 14 à 28 jours tant que la température du sol est supérieure à 7°C. Ceci représente environ 6 à 8 mois de l’année sur le territoire français ce qui est économiquement difficile à tenir pour un golf ou un terrain de sport.

Pour le produit Rhapsody® à base de la souche QST713 de Bacillus amyloliquefaciens homologué sur gazon aux USA, les applications sont à répéter tous les 7 à 10 jours suivant le pathogène et la pression fongique et « tant que les symptômes persistent ». Le fabricant recommande d’associer le produit :

  • Au chlorothalonil pour dollar spot ou anthracnose
  • A l’azoxystrobine pour brown patch ou Pythium

Les doses doivent également être adaptées à la pression fongique.

Pour le produit Ecoguard® à base de la souche SB3086 de Bacillus licheniformis, également homologué sur gazon aux USA, les applications sont à effectuer jusqu’à disparition des symptômes tous les 7 à 14 jours en cas de pression modérée et 3 à 7 jours en cas de pression forte.

Dans les essais cités précédemment, les meilleurs résultats sont obtenus avec des applications tous les 7 jours en cas de pression forte et tous les 14 jours si la pression est modérée. Avec ce type de fréquence, il est clair que l’impact financier est élevé en raison du coût hectare de ces spécialités en France.

En France, aucun Bacillus n’est encore homologué pour ses propriétés de biocontrôle (coût prohibitif pour le metteur en marché) et la plupart des souches sont en mélange avec des éléments nutritifs ou intrants biostimulants. Aucune fréquence d’application n’est réellement précisée. Ceci tend malheureusement à banaliser et noyer les effets des souches dans l’ensemble du produit.

Les nouvelles techniques moléculaires qui sont de plus en plus utilisées permettront en routine de mieux déterminer les fréquences d’application qui sont évidemment dépendantes du climat local, du type de sol et de l’itinéraire technique du greenkeeper.

L’avis et les recommandations de la clinique du gazon

Compte tenu des remarques évoquées précédemment :

  • Les applications de Bacillus doivent apporter une moyenne de 1010-1011 ufc/ha suivant le produit pour obtenir l’effet revendiqué par la bactérie.
  • De préférence, les applications seront réalisées dans un volume d’eau élevé (>500 L/ha) et éventuellement suivies d’un rinçage des feuilles suivant la maladie à traiter ou les effets stimulants recherchés afin de favoriser le positionnement du produit.
  • Les opérations mécaniques visant à améliorer la pénétration du produit seront effectuées avant l’application (pointes, couteaux, lames, …) si une application au sol est envisagée.
  • Ces applications seront effectuées tous les 7-10 jours en période de pression forte et tous les 14 jours en période de pression modérée. Une application par mois semble insuffisante.
  • Les premières applications pourront être effectuées lorsque la température du sol dépasse 7-10°C de préférence. Toutefois, des applications réalisées tous les 15 jours en période hivernale sur fusariose froide semblent donner de bons résultats105.
  • Les applications doivent être réalisées majoritairement en préventif. Par exemple, si l’épidémie de Pyricularia est attendue à partir de mi-Juillet pour les terrains de sports, les premières applications devront être réalisées en Juin jusqu’à la fin du risque d’épidémie.
  • Les intrants bactéricides (cuivre, acides forts, agents oxydants, solvants) doivent être bannis si des produits à base de Bacillus sont pulvérisés.

Stockage et formulation du produit

La formulation du produit a un impact fort sur la conservation des spores du Bacillus même si les bactéries se conservent plus facilement que les champignons filamenteux (comme les trichodermes). Malgré les essais de stabilité fournis par les fabricants à différentes températures de stockage, il est préférable d’utiliser rapidement les produits achetés et de les stocker au frais (4-5°C). Il est impératif d’éviter un stockage long dans des conditions chaudes ou au soleil. En effet, la capacité de germination des micro-organismes est très sensible aux conditions de stockage.

Selon mon expérience, la meilleure formulation reste le lyophilisé en boîte aluminium à stocker au frais. Ces remarques sont importantes pour avoir la certitude d’appliquer les bonnes quantités du bon micro-organisme.

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